Laboratorium z biologii molekularnej i biotechnologii B

chemia

fakultatywne

Chemia organiczna I 1200-1CHMCHO12
Podstawy biochemii i cytobiochemii 1200-1CHMPBCW3

Znajomość podstaw chemii organicznej, biochemii, technologii chemicznej, biologii komórki. Podstawowa wiedza teoretyczna z zakresu biochemii, biologii molekularnej oraz biologii komórki oraz mikrobiologii. Znajomość jęz. angielskiego na poziomie pozwalającym na zrozumienie publikacji naukowych.

w sali

Kurs laboratoryjny łączy podstawowe ćwiczenia z biologii molekularnej z ich zastosowaniami w biotechnologii, ze szczególnym uwzględnieniem technologii wykorzystywanych w biotechnologii medycznej. Zajęcia odbywają się w cyklach jedno- lub dwudniowych i obejmują kluczowe techniki, takie jak hodowla mikroorganizmów, wykorzystanie mikroorganizmów do produkcji substancji użytecznych przemysłowo i biologicznie aktywnych, klonowanie i manipulacja DNA, izolacja białek, w tym białek rekombinowanych, techniki biologii molekularnej organizmów żywych, hodowle komórkowe do zastosowań w inżynierii tkankowej oraz podstawowa analiza sekwencji DNA z wykorzystaniem baz danych bioinformatycznych. Kurs kładzie nacisk na umiejętności praktyczne i integruje wiedzę z biologii, chemii oraz biotechnologii molekularnej. Treści kursu są spójne z efektem uczenia się w profilu B i zapewniają przygotowanie praktyczne w zakresie nowoczesnych technologii biologicznych.

Pracownia biologii molekularnej i biotechnologii stanowi integralny element kursu „Biotechnologia medyczna” i została zaprojektowana tak, aby umożliwić studentom zdobycie praktycznych umiejętności w zakresie współczesnych technik biologii molekularnej oraz ich zastosowań w biotechnologii przemysłowej i medycznej. Ćwiczenia laboratoryjne organizowane są w formie jedno- lub dwudniowych modułów, co pozwala na stopniowe rozwijanie kompetencji i pogłębione zrozumienie omawianych zagadnień.

Podczas zajęć studenci poznają m.in. metody pracy aseptycznej, hodowli i transformacji mikroorganizmów, techniki izolacji plazmidów i białek, procedury oznaczania aktywności biologicznej substancji, a także podstawy projektowania systemów diagnostycznych i biomateriałów. Duży nacisk położono na praktyczne zastosowanie zdobywanej wiedzy — zarówno w obszarze diagnostyki, jak i w tworzeniu nowoczesnych systemów terapeutycznych, takich jak liposomalne nośniki leków czy układy mikroprzepływowe. Pracownia łączy wiedzę z zakresu biologii, chemii, fizykochemii oraz inżynierii materiałowej, oferując studentom kompleksowe przygotowanie do pracy w sektorach nauk przyrodniczych, biomedycyny i nowoczesnych technologii farmaceutycznych.

W ramach rozszerzonego profilu Pracowni B, studenci realizują dodatkowe zajęcia ukierunkowane na praktyczne aspekty biotechnologii stosowanej. Zajęcia te stanowią naturalne rozwinięcie tematów poruszanych w ramach pracowni laboratoryjnej i mają na celu pogłębienie zrozumienia oraz praktyczne zastosowanie zdobytych umiejętności w kontekście rzeczywistych wyzwań technologicznych i projektowych. Rozszerzony profil bazuje na zastosowaniu, omówieniu i wdrożeniu aspektów wykorzystywanych na pracowni w ramach indywidualnie przygotowywanego projektu.

Hodowla komórek bakteryjnych na podłożach płynnych i stałych: Studenci uczą się podstawowych zasad pracy aseptycznej i przygotowują własne pożywki bakteryjne. Wykonują posiew redukcyjny oraz seryjne rozcieńczenia w celu wyznaczenia liczby komórek (CFU) i zależności między gęstością optyczną a liczebnością bakterii. Analizują wzrost bakterii na pożywkach stałych i płynnych oraz uczą się przygotowywać krzywą wzrostu. Ćwiczenie obejmuje również ocenę czystości mikrobiologicznej otoczenia na podstawie posiewów środowiskowych. Jest to praktyczne wprowadzenie do kontroli jakości w biotechnologii mikrobiologicznej.

Wyznaczanie minimalnego stężenia hamującego (MIC): W trakcie ćwiczenia studenci oznaczają aktywność przeciwdrobnoustrojową wybranych substancji z zastosowaniem krążkowego testu dyfuzyjnego (Kirby-Bauera), szeroko wykorzystywanego m.in. w diagnostyce klinicznej i ocenie działania antybiotyków. Wykonują serie rozcieńczeń badanych związków (antybiotyki, sole metali, ekstrakty roślinne, nanocząstki) i analizują ich wpływ na wzrost szczepu E. coli. Na podstawie średnicy stref inhibicji określają przybliżoną wartość MIC, ucząc się interpretacji wyników zgodnie z zaleceniami EUCAST. Ćwiczenie ilustruje praktyczne zastosowanie testów półilościowych w farmacji – od badań przesiewowych substancji czynnych po analizę oporności drobnoustrojów. Podkreślany jest krytyczny aspekt oceny aktywności biologicznej i jej ograniczeń w kontekście rozwoju leków przeciwdrobnoustrojowych.

Izolacja plazmidów z E. coli w warunkach selekcyjnych: Studenci porównują ilość plazmidowego DNA w komórkach E. coli hodowanych w obecności i bez obecności antybiotyku, ucząc się znaczenia selekcji w utrzymaniu konstrukcji genetycznych. Izolują plazmidy metodą klasyczną lub kolumnową, a następnie analizują je elektroforetycznie oraz spektrofotometrycznie. Przeprowadzają trawienie enzymatyczne, co pozwala ocenić poprawność wprowadzonej sekwencji i liczbę kopii plazmidu. Ćwiczenie wprowadza w praktyczne aspekty inżynierii genetycznej i przygotowania materiału do dalszych etapów: ekspresji białek, produkcji szczepionek, biosensorów lub leków biologicznych. Pokazuje też zastosowanie rekombinowanych wektorów w badaniach nad szczepami produkującymi substancje bioaktywne.

Modyfikacja liposomów przy użyciu białka rekombinowanego: Studenci przeprowadzają transformację E. coli plazmidem pGLO i produkują białko GFP, które następnie izolują metodą chromatografii powinowactwa. Uzyskane białko wykorzystują do funkcjonalizacji powierzchni liposomów, tworząc fluorescencyjny model nanonośnika. Ćwiczenie wprowadza w zagadnienia inżynierii białek i projektowania nanosystemów do dostarczania leków. Pokazuje zastosowanie liposomów w nowoczesnych terapiach, w tym w tworzeniu celowanych systemów uwalniania leków, szczepionkach oraz nanosensorach. Zajęcia ilustrują, jak techniki biologii molekularnej są wykorzystywane w projektowaniu struktur terapeutycznych na styku farmacji i nanobiotechnologii.

Test immunoenzymatyczny ELISA: Studenci wykonują test typu ELISA w układzie pośrednim, wykrywający obecność wybranego antygenu lub przeciwciała. Uczą się kolejnych etapów: wiązania antygenu, blokowania niespecyficznych miejsc, dodania przeciwciał wtórnych i rozwijania sygnału kolorymetrycznego. Omawiane są zasady walidacji testu oraz znaczenie kontroli dodatnich i ujemnych. Ćwiczenie pokazuje zastosowanie ELISA w diagnostyce chorób zakaźnych, testach alergologicznych, analizie odpowiedzi immunologicznej i ocenie jakości szczepionek. Uczestnicy poznają również ograniczenia testu i sposoby ich minimalizacji w praktyce laboratoryjnej.

Test przepływu bocznego (lateral flow): Studenci wykonują szybki test diagnostyczny oparty na przepływie bocznym, wykorzystując własnoręcznie zsyntezowane nanocząstki złota i koniugując je z przeciwciałami. Przygotowują prosty układ detekcyjny (membrana nitrocelulozowa z linią testową i kontrolną), który pozwala wykryć obecność wybranego analitu. Ćwiczenie ilustruje zasady działania szybkich testów (np. ciążowych, COVID-19), ich projektowania oraz ograniczeń technicznych. Omawiane są zagadnienia stabilności nanocząstek, efektywności koniugacji oraz interpretacji wyników. Zajęcia pokazują praktyczne zastosowania technologii point-of-care w nowoczesnej diagnostyce.

Immunoprecypitacja białek z wykorzystaniem przeciwciał: Studenci uczą się wykrywać i izolować wybrane białka z roztworu biologicznego za pomocą przeciwciał specyficznych i nośników magnetycznych. W ramach ćwiczenia poznają zasady projektowania buforów, przygotowania próbek oraz elucji immunokompleksów. Po zakończeniu reakcji analizują próbki metodą elektroforezy. Technika immunoprecypitacji znajduje zastosowanie w badaniu oddziaływań białko–białko, analizie ekspresji genów oraz walidacji leków biologicznych. Ćwiczenie wprowadza w praktyczne aspekty oczyszczania celowanych białek rekombinowanych lub endogennych.

Biodruk bakteryjny w matrycy hydrożelowej: Studenci przygotowują żywy materiał biologiczny na bazie kultur bakteryjnych i hydrożeli, który następnie wykorzystują do biodruku 3D. Uczą się przygotowywać matryce hydrożelowe z zawiesiną komórek oraz projektować proste modele geometryczne do druku. Wydrukowane struktury testowane są pod kątem przeżywalności komórek i stabilności materiału. Ćwiczenie wprowadza w tematykę tworzenia żywych biomateriałów i układów bioaktywnej inżynierii tkankowej. Pokazuje potencjał zastosowań biodruku w produkcji biosensorów, opatrunków oraz systemów terapeutycznych zawierających komórki.

Biotechnologiczne procesy produkcyjne z wykorzystaniem mikroorganizmów: W ćwiczeniu wykorzystywane są dwa typy drożdży: Saccharomyces cerevisiae oraz Torula, znane z szerokiego zastosowania w przemyśle spożywczym i farmaceutycznym. Studenci prowadzą hodowlę na różnych pożywkach, a następnie przeprowadzają procesy separacji biomasy oraz analizują uzyskane frakcje makromolekuł, takich jak polisacharydy czy białka. Omawiane są techniki oczyszczania z wykorzystaniem dializy i ultrafiltracji, a także sposoby przemysłowego zagospodarowania enzymów i metabolitów wtórnych. Ćwiczenie pełni funkcję łącznika pomiędzy badaniami laboratoryjnymi a rzeczywistym zastosowaniem technik biotechnologicznych w warunkach przemysłowych. Uczestnicy zapoznają się z praktycznymi problemami związanymi ze skalowaniem procesów oraz różnicami pomiędzy podejściem molekularnym a technologicznym. Zdobyta wiedza stanowi podstawę do zrozumienia strategii wykorzystywanych w produkcji dodatków spożywczych, składników farmaceutycznych oraz biomateriałów.

Wtórne przetwarzanie biomasy mikroorganizmów w procesach biotechnologicznych: Ćwiczenie obejmuje drugi etap przetwarzania biomasy drobnoustrojów – studenci otrzymują ekstrakt drożdżowy wzbogacony w nukleotydy oraz frakcję zawierającą β-glukan. Wykorzystują fizykochemiczne metody dezintegracji komórek, a następnie przeprowadzają frakcjonowanie i oczyszczanie uzyskanych składników. Poznają podstawy rozdziału mieszanin biologicznych oraz znaczenie standaryzacji i kontroli parametrów procesu. Szczególny nacisk położony jest na analityczną ocenę składu ekstraktu i frakcji polisacharydowej, z wykorzystaniem metod spektrofotometrycznych i porównawczych. Ćwiczenie ilustruje, jak z mikroorganizmów można pozyskiwać cenne komponenty wykorzystywane w suplementach diety, immunomodulatorach i nośnikach leków. Uczestnicy zapoznają się z praktycznymi aspektami optymalizacji i walidacji jakości produktów biotechnologicznych.

Projekt musi bazować na aktualnej literaturze naukowej i obejmować trzy powiązane komponenty:

* Część R&D – planowanie eksperymentów laboratoryjnych dotyczących zarówno organizmu produkcyjnego, jak i procesu wytwarzania określonego białka lub innego bioproduktu.

* Część technologiczno-instalacyjna – przygotowanie szczegółowego projektu instalacji (laboratoryjnej, półtechnicznej lub przemysłowej) umożliwiającej produkcję wybranego produktu w skalowalnym systemie.

* Część ekonomiczna – analiza kosztów i efektywności ekonomicznej planowanego wdrożenia, obejmująca fazę badań, optymalizacji, produkcji oraz estymację potencjału rynkowego.

Przewidywany nakład pracy studenta w semestrze – 205 godz., w tym:

100 godz. uczestnictwa w zajęciach laboratoryjnych

25 godz. przygotowanie do wejściówek z preparatów i procedur technicznych

10 godz. przygotowanie do zaliczeń raportów

25 godz. opracowanie raportów i sprawozdań z ćwiczeń laboratoryjnych

10 godz. konsultacje z prowadzącymi i omówienie wyników

10 godz. konsultacje projektowe z opiekunem laboratorium

25 godz. samodzielna praca nad projektem wdrożeniowym (R&D → instalacja → analiza ekonomiczna)

Laboratorium B stanowi rozszerzoną wersję kursu o komponent projektowy (2 ECTS), obejmujący opracowanie i analizę koncepcji bioprocesu wraz z jego aspektem technologicznym i ekonomicznym.

"Biologia molekularna w medycynie. Elementy genetyki klinicznej". Redakcja: Jerzy Bal. Wydawca: PWN. Język wydania: polski. ISBN: 978-83-01-16665-6. Rok wydania 2013

"Biotechnologia molekularna. Geneza, przedmiot, perspektywy badań i zastosowań. Wydanie: Warszawa, 1, 2007. Autor: Jerzy Buchowicz. Wydawca: Wydawnictwo Naukowe PWN

Po ukończeniu kursu student:

Zna i rozumie (wiedza):

K_W09 – składniki chemiczne organizmów żywych, ich cechy strukturalne i chemiczne oraz zależność między strukturą biomolekuł a ich funkcją w procesach biologicznych; rozumie podstawy molekularne funkcjonowania organizmów w kontekście biotechnologii.

K_W16 – podstawy technologii chemicznej i biotechnologicznej, w tym zasady prowadzenia procesów biotechnologicznych (upstream i downstream) oraz ich znaczenie dla przemysłu farmaceutycznego i biomedycznego.

K_W18 – budowę, zasadę działania i zastosowanie nowoczesnej aparatury pomiarowej wykorzystywanej w badaniach biologii molekularnej, biochemii i biotechnologii.

K_W19 – zasady bezpieczeństwa i higieny pracy obowiązujące w laboratoriach chemicznych, biochemicznych i biologii molekularnej, umożliwiające bezpieczne prowadzenie eksperymentów.

Potrafi (umiejętności):

K_U10 – przeprowadzać identyfikację związków organicznych i bioorganicznych z wykorzystaniem technik chemicznych, biochemicznych, chromatograficznych, spektroskopowych i biologii molekularnej.

K_U14 – wykonywać analizy i proste badania doświadczalne w zakresie technologii chemicznej i biotechnologii oraz oceniać wpływ procesów technologicznych na środowisko naturalne.

K_U15 – planować i wykonywać doświadczenia, obserwacje i symulacje komputerowe z zakresu chemii, biochemii i biologii molekularnej oraz krytycznie oceniać uzyskane wyniki.

K_U16 – projektować i obsługiwać aparaturę pomiarową, prowadzić pomiary fizykochemiczne, opracowywać dane eksperymentalne i oceniać ich wiarygodność.

K_U21 – organizować i prowadzić pracę własną oraz zespołową w ramach projektów laboratoryjnych; inicjować działania badawcze i efektywnie współpracować przy realizacji wspólnych zadań.

Ocena końcowa jest średnią arytmetyczną ocen cząstkowych z poszczególnych ćwiczeń laboratoryjnych. Oceny cząstkowe otrzymywane są przez studenta na podstawie kolokwium wejściowego i/lub kolokwium zaliczeniowego z danego ćwiczenia; w tym drugim przypadku podstawą może być dyskusja wyników bazująca na sprawozdaniu.

Warunkiem zaliczenia pracowni jest uczestnictwo we wszystkich zajęciach laboratoryjnych, uzyskanie pozytywnych ocen ze wszystkich kartkówek wprowadzających (tzw. wejściówek), terminowe oddanie wszystkich wymaganych sprawozdań i raportów, a także przygotowanie, omówienie i zaliczenie raportu z projektu z prowadzącymi. Dla studentów, którzy nie zaliczyli któregoś z elementów w trakcie semestru, przewidziana jest jedna możliwość poprawy – odbywa się ona w formie zajęć laboratoryjnych w ostatnim terminie przed rozpoczęciem sesji egzaminacyjnej.